Fast alle biochemischen Reaktionen sind enzymatisch. Enzyme(Biokatalysatoren) sind durch Metallkationen aktivierte Eiweißstoffe. Es sind etwa 2000 verschiedene Enzyme bekannt, von denen etwa 150 isoliert wurden, von denen einige als Arzneimittel verwendet werden. Trypsin und Chymotrypsin werden zur Behandlung von Bronchitis und Lungenentzündung eingesetzt; Pepsin – zur Behandlung von Gastritis; Plasmin – zur Behandlung von Herzinfarkt; Pankreatin – zur Behandlung der Bauchspeicheldrüse. Enzyme unterscheiden sich von herkömmlichen Katalysatoren: (a) durch eine höhere katalytische Aktivität; (b) hohe Spezifität, d. h. Selektivität des Handelns.
Der Mechanismus einer Einzelsubstrat-Enzymreaktion kann durch das folgende Diagramm dargestellt werden:
wobei E ein Enzym ist,
S - Substrat,
ES – Enzym-Substrat-Komplex,
P ist das Reaktionsprodukt.
Das Merkmal der ersten Stufe der enzymatischen Reaktion ist Michaelis-Konstante (K M). K M ist der Kehrwert der Gleichgewichtskonstante:
Die Michaelis-Konstante (K M) charakterisiert die Stabilität des Enzym-Substrat-Komplexes (ES). Je niedriger die Michaelis-Konstante (K M) ist, desto stabiler ist der Komplex.
Die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion entspricht der Geschwindigkeit ihres geschwindigkeitsbestimmenden Stadiums:
wobei k 2 die Geschwindigkeitskonstante ist, genannt Drehzahl oder molekulare Aktivität des Enzyms.
molekulare Enzymaktivität(k 2) ist gleich der Anzahl der Substratmoleküle, die unter dem Einfluss eines Enzymmoleküls in 1 Minute bei 25 0 C Umwandlungen durchlaufen. Diese Konstante nimmt Werte im Bereich an: 1·10 4< k 2 < 6·10 6 мин‾ 1 .
Für Urease, die die Hydrolyse von Harnstoff beschleunigt, ist k 2 = 1,85∙10 6 min‾ 1 ; für Adenosintriphosphatase, die die ATP-Hydrolyse beschleunigt, k 2 = 6,24∙10 6 min‾ 1 ; für Katalase, die die Zersetzung von H 2 O 2 beschleunigt, ist k 2 = 5∙10 6 min‾ 1.
Die kinetische Gleichung der enzymatischen Reaktion in der oben angegebenen Form ist jedoch praktisch nicht anwendbar, da die Konzentration des Enzym-Substrat-Komplexes () nicht experimentell bestimmt werden kann. Ausgedrückt in anderen Größen, die experimentell leicht bestimmt werden können, wir erhalten die kinetische Gleichung enzymatischer Reaktionen, angerufen durch die Michaelis-Menten-Gleichung (1913):
,
wobei das Produkt k 2 [E] total ein konstanter Wert ist, der mit (maximale Geschwindigkeit) bezeichnet wird.
Jeweils: 
Betrachten wir Spezialfälle der Michaelis-Menten-Gleichung.
1) Bei niedriger Substratkonzentration K M >> [S], also
was der kinetischen Gleichung der Reaktion erster Ordnung entspricht.
2) Bei hoher Substratkonzentration K m<< [S], поэтому
was der kinetischen Gleichung der Reaktion nullter Ordnung entspricht.
So nimmt bei einer niedrigen Substratkonzentration die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion mit zunehmendem Substratgehalt im System zu, und bei einer hohen Substratkonzentration erreicht die kinetische Kurve ein Plateau (die Reaktionsgeschwindigkeit hängt nicht von der Substratkonzentration ab) (Abb . 30).
Abbildung 30. – Kinetische Kurve einer enzymatischen Reaktion
Wenn [S] = K M, dann
Damit können Sie die Michaelis-Konstante K m grafisch bestimmen (Abb. 31).
Abbildung 31. – Grafische Definition der Michaelis-Konstante
Die Aktivität von Enzymen wird beeinflusst durch: (a) die Temperatur, (b) den Säuregehalt des Mediums, (c) das Vorhandensein von Inhibitoren. Der Einfluss der Temperatur auf die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion wird in Kapitel 9.3 diskutiert.
Der Einfluss des Säuregehalts des Mediums auf die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion ist in Abbildung 32 dargestellt. Die maximale Enzymaktivität entspricht dem optimalen pH-Wert (pH opt).
Abbildung 32. – Einfluss des Säuregehalts der Lösung auf die Enzymaktivität
Für die meisten Enzyme stimmen optimale pH-Werte mit physiologischen Werten (7,3 – 7,4) überein. Es gibt jedoch Enzyme, deren normale Funktion eine stark saure (Pepsin – 1,5 – 2,5) oder ausreichend alkalische Umgebung (Arginase – 9,5 – 9,9) erfordert.
Enzyminhibitoren- Dies sind Substanzen, die einen Teil der aktiven Zentren von Enzymmolekülen besetzen, wodurch die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion abnimmt. Als Inhibitoren wirken Schwermetallkationen, organische Säuren und andere Verbindungen.
Vorlesung 11
Atomare Struktur
Es gibt zwei Definitionen des Begriffs „Atom“. Atom ist das kleinste Teilchen eines chemischen Elements, das seine chemischen Eigenschaften behält.
Atom ist ein elektrisch neutrales Mikrosystem, bestehend aus einem positiv geladenen Kern und einer negativ geladenen Elektronenhülle.
Die Lehre vom Atom hat einen langen Entwicklungsweg hinter sich. Zu den Hauptstadien in der Entwicklung des Atomismus gehören:
1) Naturphilosophisches Stadium – die Zeit der Entstehung des Konzepts der atomaren Struktur der Materie, die nicht durch Experimente bestätigt wurde (5. Jahrhundert v. Chr. – 16. Jahrhundert n. Chr.);
2) das Stadium der Bildung der Hypothese über das Atom als kleinstes Teilchen eines chemischen Elements (XVIII-XIX Jahrhundert);
3) die Phase der Erstellung physikalischer Modelle, die die Komplexität der Struktur des Atoms widerspiegeln und es ermöglichen, seine Eigenschaften zu beschreiben (Anfang des 20. Jahrhunderts)
4) Die moderne Stufe des Atomismus wird Quantenmechanik genannt. Quantenmechanik ist ein Teilgebiet der Physik, das sich mit der Bewegung von Elementarteilchen beschäftigt.
PLANEN
11.1. Struktur des Kerns. Isotope.
11.2. Quantenmechanisches Modell der Elektronenhülle eines Atoms.
11.3. Physikalisch-chemische Eigenschaften von Atomen.
Struktur des Kerns. Isotope
Atomkern ist ein positiv geladenes Teilchen, das aus Protonen, Neutronen und einigen anderen Elementarteilchen besteht.
Es ist allgemein anerkannt, dass die Hauptelementarteilchen des Kerns Protonen und Neutronen sind. Proton (p) – ist ein Elementarteilchen, dessen relative Atommasse 1 amu und dessen relative Ladung + 1 beträgt. Neutron (n) – Dabei handelt es sich um ein Elementarteilchen, das keine elektrische Ladung besitzt und dessen Masse der Masse eines Protons entspricht.
99,95 % der Masse eines Atoms sind im Kern konzentriert. Zwischen Elementarteilchen wirken besondere Kerndehnungskräfte, die die Kräfte der elektrostatischen Abstoßung deutlich übertreffen.
Das grundlegende Merkmal eines Atoms ist Aufladung sein Kerne, gleich der Anzahl der Protonen und übereinstimmend mit der Ordnungszahl des Elements im Periodensystem der chemischen Elemente. Eine Menge (Art) von Atomen mit der gleichen Kernladung wird genannt Chemisches Element. Elemente mit Nummern von 1 bis 92 kommen in der Natur vor.
Isotope- Dabei handelt es sich um Atome desselben chemischen Elements, die im Kern die gleiche Anzahl an Protonen und eine unterschiedliche Anzahl an Neutronen enthalten.
Dabei ist die Massenzahl (A) die Masse des Kerns und z die Ladung des Kerns.
Jedes chemische Element ist eine Mischung aus Isotopen. In der Regel stimmt der Name von Isotopen mit dem Namen des chemischen Elements überein. Für Wasserstoffisotope wurden jedoch spezielle Namen eingeführt. Das chemische Element Wasserstoff wird durch drei Isotope dargestellt:
Zahl p Zahl n
Protium N 1 0
Deuterium D 1 1
Tritium T 1 2
Isotope eines chemischen Elements können sowohl stabil als auch radioaktiv sein. Radioaktive Isotope enthalten Kerne, die spontan zerfallen und dabei Teilchen und Energie freisetzen. Die Stabilität eines Kerns wird durch sein Neutronen-Protonen-Verhältnis bestimmt.
Im Körper stören Radionuklide die wichtigsten biochemischen Prozesse, schwächen die Immunität und verurteilen den Körper zur Krankheit. Der Körper schützt sich vor den Auswirkungen der Strahlung, indem er Elemente aus der Umgebung gezielt aufnimmt. Stabile Isotope haben Vorrang vor radioaktiven Isotopen. Mit anderen Worten: Stabile Isotope blockieren die Anreicherung radioaktiver Isotope in lebenden Organismen (Tabelle 8).
S. Shannons Buch „Nutrition in the Atomic Age“ liefert die folgenden Daten. Wenn spätestens 2 Stunden nach Eintritt von I-131 in den Körper eine Blockierungsdosis von ~100 mg stabilem Isotopenjod eingenommen wird, wird die Radiojodaufnahme in der Schilddrüse um 90 % reduziert.
Radioisotope werden in der Medizin eingesetzt
zur Diagnose bestimmter Krankheiten,
· zur Behandlung aller Krebsarten,
· für pathophysiologische Untersuchungen.
Tabelle 8 – Blockierungswirkung stabiler Isotope
Die Enzymkinetik untersucht die Geschwindigkeit der von Enzymen katalysierten Reaktionen in Abhängigkeit von verschiedenen Bedingungen (Konzentration, Temperatur, pH-Wert usw.) ihrer Wechselwirkung mit dem Substrat.
Allerdings handelt es sich bei Enzymen um Proteine, die empfindlich auf den Einfluss verschiedener äußerer Einflüsse reagieren. Daher berücksichtigen sie bei der Untersuchung der Geschwindigkeit enzymatischer Reaktionen hauptsächlich die Konzentrationen der reagierenden Substanzen und versuchen, den Einfluss von Temperatur, pH-Wert der Umgebung, Aktivatoren, Inhibitoren und anderen Faktoren zu minimieren und Standardbedingungen zu schaffen. Erstens ist dies der pH-Wert der Umgebung, der für ein bestimmtes Enzym optimal ist. Zweitens wird empfohlen, möglichst eine Temperatur von 25 °C einzuhalten. Drittens wird eine vollständige Sättigung des Enzyms mit dem Substrat erreicht. Dieser Punkt ist besonders wichtig, da bei niedrigen Substratkonzentrationen nicht alle Enzymmoleküle an der Reaktion beteiligt sind (Abb. 6.5, A), was bedeutet, dass das Ergebnis weit vom maximal möglichen entfernt sein wird. Die größte Leistung der katalysierten Reaktion wird unter sonst gleichen Bedingungen erreicht, wenn jedes Enzymmolekül an der Umwandlung beteiligt ist, d.h. bei hoher Konzentration des Enzym-Substrat-Komplexes (Abb. 6.5, V). Wenn die Substratkonzentration keine vollständige Sättigung des Enzyms gewährleistet (Abb. 6.5, B), dann erreicht die Reaktionsgeschwindigkeit nicht ihren Maximalwert.
Reis. 65.
A - bei geringer Substratkonzentration; 6 - bei unzureichender Substratkonzentration; V - wenn das Enzym vollständig mit Substrat gesättigt ist
Als Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion wird die unter den oben genannten Bedingungen gemessene und vollständige Sättigung des Enzyms mit dem Substrat bezeichnet maximale Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion (V).
Angegeben wird die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion, die ermittelt wird, wenn das Enzym nicht vollständig mit dem Substrat gesättigt ist v.
Die Enzymkatalyse kann durch das folgende Diagramm vereinfacht werden:
wobei F ein Enzym ist; S – Substrat; FS – Enzym-Substrat-Komplex.
Jede Phase dieses Prozesses zeichnet sich durch eine bestimmte Geschwindigkeit aus. Die Maßeinheit für die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion ist die Anzahl der pro Zeiteinheit umgewandelten Mol Substrat(entspricht der Geschwindigkeit einer normalen Reaktion).
Die Wechselwirkung des Enzyms mit dem Substrat führt zur Bildung eines Enzym-Substrat-Komplexes, dieser Vorgang ist jedoch reversibel. Die Geschwindigkeiten der Hin- und Rückreaktionen hängen von den Konzentrationen der Reaktanten ab und werden durch die entsprechenden Gleichungen beschrieben:
Im Gleichgewichtszustand gilt Gleichung (6.3), da die Geschwindigkeiten der Hin- und Rückreaktion gleich sind.
Wenn wir die Geschwindigkeitswerte der Vorwärts- (6.1) und Rückwärtsreaktionen (6.2) in Gleichung (6.3) einsetzen, erhalten wir die Gleichheit:
Der Gleichgewichtszustand ist durch eine angemessene gekennzeichnet Gleichgewichtskonstante K p, gleich dem Verhältnis der Konstanten der Hin- und Rückreaktion (6.5). Der Kehrwert der Gleichgewichtskonstante heißt Substratkonstante Ks, oder die Dissoziationskonstante des Enzym-Substrat-Komplexes:
Aus Gleichung (6.6) geht hervor, dass die Substratkonstante bei hohen Konzentrationen des Enzym-Substrat-Komplexes abnimmt, d. h. mit großer Stabilität. Folglich charakterisiert die Substratkonstante die Affinität von Enzym und Substrat sowie das Verhältnis der Geschwindigkeitskonstanten für die Bildung und Dissoziation des Enzym-Substrat-Komplexes.
Das Phänomen der Enzymsättigung mit Substrat wurde von Leonor Michaelis und Maud Mepten untersucht. Basierend auf der mathematischen Verarbeitung der Ergebnisse leiteten sie die gleichnamige Gleichung (6.7) ab, aus der klar hervorgeht, dass bei einer hohen Substratkonzentration und einem niedrigen Wert der Substratkonstante die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion zum Maximum tendiert . Allerdings ist diese Gleichung begrenzt, da sie nicht alle Parameter berücksichtigt:
Der Enzym-Substrat-Komplex kann während der Reaktion Umwandlungen in verschiedene Richtungen durchlaufen:
- dissoziieren in Ausgangssubstanzen;
- in ein Produkt umwandeln, aus dem das Enzym unverändert abgetrennt wird.
Um die Gesamtwirkung des enzymatischen Prozesses zu beschreiben, ist daher das Konzept erforderlich Michaelis-Konstanten Kt, was den Zusammenhang zwischen den Geschwindigkeitskonstanten aller drei Reaktionen der enzymatischen Katalyse (6.8) ausdrückt. Dividiert man beide Terme durch die Refür die Bildung des Enzym-Substrat-Komplexes, erhält man den Ausdruck (6.9):
Aus Gleichung (6.9) folgt eine wichtige Folgerung: Die Michaelis-Konstante ist immer um den Betrag größer als die Substratkonstante k 2 /k v
Numerisch K t gleich der Konzentration des Substrats, bei der die Reaktionsgeschwindigkeit die Hälfte der maximal möglichen Geschwindigkeit beträgt und entspricht der Sättigung des Enzyms mit dem Substrat, wie in Abb. 6,5, B. Da es in der Praxis nicht immer möglich ist, eine vollständige Sättigung des Enzyms mit dem Substrat zu erreichen, ist dies genau der Fall K t Wird zur vergleichenden Charakterisierung der kinetischen Eigenschaften von Enzymen verwendet.
Die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion, wenn das Enzym nicht vollständig mit dem Substrat gesättigt ist (6.10), hängt von der Konzentration des Enzym-Substrat-Komplexes ab. Der Proportionalitätskoeffizient ist die Reaktionskonstante für die Freisetzung von Enzym und Produkt, da sich dadurch die Konzentration des Enzym-Substrat-Komplexes ändert:
Nach Transformationen wird unter Berücksichtigung der oben genannten Abhängigkeiten die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion, wenn das Enzym nicht vollständig mit dem Substrat gesättigt ist, durch Gleichung (6.11) beschrieben, d.h. hängt von den Konzentrationen des Enzyms, des Substrats und ihrer Affinität ab K s:
Die grafische Abhängigkeit der Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion von der Konzentration des Substrats ist nicht linear. Wie aus Abb. 6.6 wird mit zunehmender Substratkonzentration eine Zunahme der Enzymaktivität beobachtet. Wenn jedoch die maximale Sättigung des Enzyms mit dem Substrat erreicht ist, erreicht die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion ihr Maximum. Der geschwindigkeitsbestimmende Faktor für die Reaktion ist daher die Bildung eines Enzym-Substrat-Komplexes.
Die Praxis hat gezeigt, dass Substratkonzentrationen in der Regel in Werten deutlich unter eins (10 6 -10 3 mol) ausgedrückt werden. Es ist ziemlich schwierig, mit solchen Größen in Berechnungen umzugehen. Daher schlugen G. Lineweaver und D. Burke vor, die grafische Abhängigkeit der Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion nicht in direkten, sondern in inversen Koordinaten auszudrücken. Sie gingen davon aus, dass bei gleichen Mengen auch deren Umkehrwerte gleich sind:
Reis. 6.6.
Nach der Transformation des Ausdrucks (6.13) erhalten wir einen Ausdruck namens Lineweaver-Burk-Gleichung (6.14):
Die grafische Abhängigkeit der Lineweaver-Burk-Gleichung ist linear (Abb. 6.7). Die kinetischen Eigenschaften des Enzyms werden wie folgt bestimmt:
- das auf der Ordinatenachse abgeschnittene Segment ist gleich 1/V;
- das auf der Abszissenachse abgeschnittene Segment ist gleich -1 /Zu t.
Reis. 6.7.
Es wird angenommen, dass die Lineweaver-Burk-Methode eine genauere Bestimmung der maximalen Reaktionsgeschwindigkeit ermöglicht als in direkten Koordinaten. Dieser Grafik können auch wertvolle Informationen zur Enzymhemmung entnommen werden.
Es gibt andere Möglichkeiten, die Michaelis-Menten-Gleichung umzuwandeln. Mithilfe grafischer Abhängigkeiten wird der Einfluss verschiedener äußerer Einflüsse auf den enzymatischen Prozess untersucht.
Dieser Zweig der Enzymologie untersucht den Einfluss verschiedener Faktoren auf die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion. Betrachtet man die allgemeine Gleichung für die enzymatische Katalyse der reversiblen Reaktion der Umwandlung eines Substrats in ein Produkt (1),
Als Hauptfaktoren, die die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion beeinflussen, sind zu nennen: Substratkonzentration [S], Enzymkonzentration [E] und Reaktionsproduktkonzentration [P].
Die Wechselwirkung einiger Enzyme mit ihrem Substrat kann durch eine hyperbolische Kurve der Abhängigkeit der Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion V von der Konzentration des Substrats [S] beschrieben werden (Abb. 19):
Abb. 19. Abhängigkeit der Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion von der Konzentration des Substrats.
Auf dieser Kurve lassen sich drei Abschnitte unterscheiden, die durch die Bestimmungen des Mechanismus der Wechselwirkung des Enzyms mit dem Substrat erklärt werden können: OA – ein Abschnitt mit direkt proportionaler Abhängigkeit von V von [S], den aktiven Zentren des Enzyms werden nach und nach mit Substratmolekülen unter Bildung eines instabilen Komplexes ES gefüllt; Abschnitt AB - krummlinige Abhängigkeit von V von [S], eine vollständige Sättigung der aktiven Zentren des Enzyms mit Substratmolekülen wurde noch nicht erreicht. Der ES-Komplex ist instabil, bevor er den Übergangszustand erreicht; die Wahrscheinlichkeit einer umgekehrten Dissoziation zu E und S ist immer noch hoch; Abschnitt BC – die Abhängigkeit wird durch eine Gleichung nullter Ordnung beschrieben, der Abschnitt verläuft parallel zur [S]-Achse, vollständige Sättigung aktiver Enzyme mit Substratmolekülen wurde erreicht, V=V max.
Der charakteristische Verlauf der Kurve wird mathematisch durch die Briggs-Haldane-Gleichung beschrieben:
V=V max ● [S]/ Km + [S] (2),
wobei Km die Michaelis-Menten-Konstante ist, numerisch gleich der Substratkonzentration, bei der die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion gleich der Hälfte von V max ist.
Je niedriger der Km-Wert des Enzyms ist, desto höher ist die Affinität des Enzyms zum Substrat, desto schneller wird der Übergangszustand für das Substrat erreicht und es wird zu einem Reaktionsprodukt. Das Ermitteln der Km-Werte für jedes gruppenspezifische Enzymsubstrat ist wichtig, um die biologische Rolle dieses Enzyms in der Zelle zu bestimmen.
Für die meisten Enzyme ist es unmöglich, eine hyperbolische Kurve zu konstruieren (Abb. 19). In diesem Fall wird die Methode der doppelten Kehrwerte (Lineweaver-Burk) verwendet, d. h. eine grafische Abhängigkeit von 1/[V] von 1/[S] ist dargestellt (Abb. 20). Die Methode zur Erstellung solcher Kurven in einem Experiment ist sehr praktisch, wenn die Wirkung verschiedener Arten von Inhibitoren auf die Enzymaktivität untersucht wird (siehe weiter unten im Text).
Abb.20. Diagramm von 1/[V] versus 1/[S] (Lineweaver-Burk-Methode),
wobei y der abgeschnittene Abschnitt ist – und x der abgeschnittene Abschnitt – 
, Tangens des Winkels α - .
Abhängigkeit der Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion V von der Enzymkonzentration [E].
Diese grafische Abhängigkeit (Abb. 21) wird bei optimaler Temperatur und pH-Wert der Umgebung berücksichtigt, bei Substratkonzentrationen, die deutlich höher sind als die Sättigungskonzentration der aktiven Zentren des Enzyms.
Reis. 21. Der Einfluss der Enzymkonzentration auf die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion.
Abhängigkeit der Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion von der Konzentration eines Cofaktors oder Coenzyms. Bei komplexen Enzymen ist zu berücksichtigen, dass ein Mangel an Coenzymformen von Vitaminen bei Hypovitaminose und eine Verletzung der Aufnahme von Metallionen in den Körper zwangsläufig zu einer Abnahme der für den Verlauf notwendigen Konzentration der entsprechenden Enzyme führen von Stoffwechselprozessen. Daraus sollte geschlossen werden, dass die Aktivität des Enzyms direkt von der Konzentration des Cofaktors bzw. Coenzyms abhängt.
Der Einfluss der Produktkonzentration auf die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion. Bei reversiblen Reaktionen im menschlichen Körper muss berücksichtigt werden, dass die Produkte der direkten Reaktion vom Enzym als Substrate für die Rückreaktion verwendet werden können. Daher hängen die Strömungsrichtung und der Zeitpunkt des Erreichens von Vmax vom Verhältnis der Konzentrationen der Ausgangssubstrate und Reaktionsprodukte ab. Beispielsweise die Aktivität der Alanin-Aminotransferase, die die Transformation katalysiert:
Alanin + Alpha-Ketoglutarat ↔ Pyruvat + Glutamat
hängt in der Zelle vom Konzentrationsverhältnis ab:
[Alanin + Alpha-Ketoglutarat] / [Pyruvat + Glutamat].
MECHANISMUS DER ENZYM-AKTION. Theorien der Enzymkatalyse
Enzyme erhöhen wie Nicht-Protein-Katalysatoren die Geschwindigkeit einer chemischen Reaktion aufgrund ihrer Fähigkeit, die Aktivierungsenergie dieser Reaktion zu reduzieren. Die Aktivierungsenergie einer enzymatischen Reaktion berechnet sich als Differenz zwischen dem Energiewert im System der laufenden Reaktion, der den Übergangszustand erreicht hat, und der zu Beginn der Reaktion ermittelten Energie (siehe grafische Abhängigkeit in Abb. 22).
Reis. 22. Grafische Abhängigkeit des Energiezustands einer chemischen Reaktion ohne Enzym (1) und in Anwesenheit eines Enzyms (2) von der Reaktionszeit.
Die Arbeiten von V. Henry und insbesondere L. Michaelis, M. Menten zur Untersuchung des Mechanismus reversibler Monosubstrat-Enzymreaktionen ermöglichten die Postulierung, dass sich Enzym E zunächst reversibel und relativ schnell mit seinem Substrat S verbindet, um ein Enzym zu bilden. Substratkomplex (ES):
E+S<=>ES (1)
Die Bildung von ES erfolgt aufgrund von Wasserstoffbrückenbindungen, elektrostatischen, hydrophoben Wechselwirkungen, in einigen Fällen kovalenten Koordinationsbindungen zwischen den Seitenradikalen von Aminosäureresten des aktiven Zentrums und den funktionellen Gruppen des Substrats. Bei komplexen Enzymen kann die Funktion des Kontakts mit dem Substrat auch vom Nicht-Protein-Anteil der Struktur übernommen werden.
Der Enzym-Substrat-Komplex zerfällt dann in einer zweiten, langsameren, reversiblen Reaktion, um Reaktionsprodukt P und freies Enzym E zu erzeugen:
ES<=>EP<=>E+P (2)
Dank der Arbeit der oben genannten Wissenschaftler sowie von Keilin D., Chance B. und Koshland D. (Theorie der „induzierten Korrespondenz“) gibt es derzeit theoretische Bestimmungen zu vier Hauptpunkten des Wirkmechanismus eines Enzyms auf einem Substrat, die die Fähigkeit von Enzymen bestimmen, chemische Reaktionen zu beschleunigen:
1. Orientierung und Herangehensweise . Das Enzym ist in der Lage, ein Substratmolekül so zu binden, dass die vom Enzym angegriffene Bindung nicht nur in unmittelbarer Nähe zur katalytischen Gruppe liegt, sondern auch korrekt zu dieser ausgerichtet ist. Die Wahrscheinlichkeit, dass der ES-Komplex durch Orientierung und Nähe den Übergangszustand erreicht, ist stark erhöht.
2. Stress und Belastung : induzierte Korrespondenz. Die Anlagerung eines Substrats kann zu Konformationsänderungen im Enzymmolekül führen, die zu Spannungen in der Struktur des aktiven Zentrums führen und auch das gebundene Substrat etwas verformen, wodurch das Erreichen eines Übergangszustands durch den ES-Komplex erleichtert wird. Zwischen den Molekülen E und S entsteht eine sogenannte induzierte Korrespondenz.
KINETIK ENZYMATIVER REAKTIONEN
Vfr wird durch die Stoffmenge bestimmt, die pro Zeiteinheit umgewandelt wird. V dieser Reaktionen hängt vom Einfluss äußerer Faktoren ab (Temperatur, pH-Wert, Einwirkung natürlicher und fremder Verbindungen usw.).
Vfr ist ein Maß für die katalytische Aktivität und wird einfach als Enzymaktivität bezeichnet.
Enzymaktivität kann nur indirekt gemessen werden:
1) um die Menge des umgewandelten S;
2) Anstieg der Konzentration P pro Zeiteinheit.
Um die Enzymkonzentration auszudrücken, verwenden Sie:
a) Die Maßeinheit von Enzymen ist die Enzymmenge, die die Umwandlung von 1 µmol S pro Minute katalysiert. [µmol/min];
b) 1 Catal (Katze) – die Menge an Enzymen, die in der Lage sind, 1 Mol S in P in 1 Sekunde umzuwandeln. [mol/s].
1 Katze = 6×107E; 1E = 16,67 (n Katze)
Um die Enzymaktivität auszudrücken, verwenden Sie:
a) Die spezifische Aktivität von Enzymen ist die Anzahl der Enzyme pro 1 mg oder die Anzahl der Katzen. pro 1 kg Protein;
b) Die molekulare Aktivität oder Umsatzzahl ist die Anzahl der Moleküle S, die pro Minute eine Umwandlung durch ein Molekül E erfahren.
Ein Molekül Erythrozytenkatalase baut in 1 Minute 5 × 106 Moleküle H2O2 ab.
Spezifität der Enzymwirkung
Das Konzept des ES-Komplexes und des ACP steht in engem Zusammenhang mit der besonderen Eigenschaft von Enzymen – ihrer Spezifität. Nach dem Grad der Spezifität (in absteigender Reihenfolge) gibt es:
I. Stereochemische Substratspezifität – in diesem Fall katalysieren Enzyme nur eine Form von S (1 Isomer). Beispielsweise katalysiert die Fumarathydratase nur die Umwandlung von Fumarsäure, nicht jedoch die Umwandlung ihres Isomers Maleinsäure.
II. Absolute Substratspezifität – E wird nur durch 1S umgewandelt. Urease wandelt beispielsweise nur Harnstoff um.
III. Absolute Gruppe-S-Spezifität. Enzyme wirken auf eine Gruppe ähnlicher S-b. Alkohol DG wandelt beispielsweise nicht nur Ethanol, sondern auch andere aliphatische Alkohole um.
IV. Relative Gruppe-S-Spezifität. Das Enzym wirkt nicht auf eine Gruppe von S-Molekülen, sondern auf bestimmte Bindungen bestimmter S-Gruppen. Beispielsweise sind Pepsin und Trypsin spezifisch für Peptidbindungen in verschiedenen Proteinen.
V. Relative S-Spezifität. Das Enzym katalysiert die Umwandlung in S-b, das zu verschiedenen Gruppen chemischer Verbindungen gehört. Beispielsweise katalysiert das Enzym Cytochrom-450 Hydroxylierungsreaktionen von bis zu 7000 verschiedenen S-b. Dies ist das am wenigsten spezifische Enzymsystem.
Es gibt zwei Theorien zur Erklärung der Enzymspezifität.
Die Hypothese von E. Fisher ist die „Schlüssel-und-Schloss“-Hypothese oder die „Vorlagen“-Hypothese. Laut Fischer ist ein Enzym eine starre Struktur, deren ACP ein exakter „Abguss“ von S ist. Wenn S wie ein Schlüssel zu einem Schloss zu E passt, wird die Reaktion stattfinden. Wenn S (der „Schlüssel“) leicht verändert wird, entspricht es nicht dem ACF (dem „Schloss“) und die Reaktion wird unmöglich. Obwohl diese Erklärung logisch ist, erklärt Fishers Hypothese nicht, worauf absolute und relative Gruppenspezifität dann basieren. Beispielsweise verbindet sich Cytochrom-450 mit einer so großen Anzahl von S-b, die sich in ihrer Struktur unterscheiden.
Diese äußeren Widersprüche werden durch die Koshland-Hypothese oder die Hypothese der erzwungenen Korrespondenz erklärt. Laut Koshland ist das Enzymmolekül nicht „starr“, sondern flexibel. Die Struktur und Konfiguration des Enzyms und seines ACP beginnen sich zu ändern, sobald das Enzym an S oder andere Liganden bindet. Bei der Bildung eines E-S-Komplexes kommt es neben der geometrischen Komplementarität auch zu einer elektrostatischen Komplementarität, die durch die Paarung entgegengesetzt geladener Moleküle E und S entsteht. In Wirklichkeit finden offenbar beide Varianten der Addition statt.
Koshlands Hypothese ermöglicht es uns zu erklären, warum die Transformation enger Analoga von S-in stattfindet. Wenn sich das „falsche“ Substrat (Quasi-S) vom natürlichen unterscheidet und ACP eine Konformation annimmt, die dem wahren Substrat nahe kommt, dann ermöglicht die Anordnung der katalytischen Gruppen in einem solchen E-S-Komplex das Auftreten der Reaktion. Das Enzym scheint diese „Täuschung“ nicht zu bemerken, obwohl die Reaktion nicht so schnell abläuft wie beim echten Substrat. Wenn die Konfiguration des Quasi-Substrats die korrekte Positionierung der katalytischen Gruppe nicht zulässt, läuft die Reaktion in diesem Fall nicht ab. Diese. Wenn der Bereich der Konformationsumlagerungen auf eine einzige mögliche beschränkt ist, ist das Enzym hochspezifisch, und wenn die Möglichkeiten der ACP-Umlagerung groß sind, funktioniert das Enzym auch auf Quasisubstraten.
Abhängigkeit von Vfr vom pH-Wert der Umgebung
Jedes Enzym hat seinen eigenen optimalen pH-Wert, bei dem Vfr maximal ist. Eine pH-Abweichung in die eine oder andere Richtung führt zu einer Abnahme der Enzymaktivität. Die meisten Enzyme haben einen pH-Wert von ~7,0, d. h. er stimmt mit physiologischen pH-Werten überein.
Beim optimalen pH-Wert liegen die funktionellen Gruppen von ACP und S selbst in der für die Bindung am meisten bevorzugten Form vor. Einige Enzyme haben einen optimalen pH-Wert, der stark von den physiologischen Werten abweicht; Pepsin ist bei pH = 1,5–2,5 zu 100 % aktiv; Arginase – bei pH = 10.
Abhängigkeit von Vfr von der Temperatur
Mit zunehmender Umgebungstemperatur steigt Vfr und erreicht für die meisten Enzyme optimale Werte von ~ 20–40 °C.
Die Thermolabilität von Enzymen hängt mit ihrer Proteinstruktur zusammen: Wenn die Temperatur auf 40–50 °C und mehr steigt, denaturieren sie.
Bei einigen Enzymen erfolgt die Denaturierung bei 0 °C.
Bei allen chemischen Reaktionen erhöht sich bei einem Temperaturanstieg alle 10 °C der V der Reaktion um das 2- bis 3-fache; bei enzymatischen Reaktionen ist dieser Koeffizient niedriger – 2 oder sogar weniger. Ausnahme: Das thermostabile Enzym Adenymatcyclase hält Temperaturen von 100 °C stand und das Enzym Katalase ist bei 0 °C aktiv.
Abhängigkeit von Vfr von der Konzentration. S.
Der Wirkungsmechanismus von Enzymen wird durch die Michaelis-Menten-Gleichung beschrieben. Die Abhängigkeit von Vfr von [S] kann grafisch ermittelt werden.
a) nach der Michaelis-Kurve: je kleiner Km, desto größer Vm und desto höher die Affinität von E zu S.
Vmax entspricht dem Zustand der vollständigen Sättigung des Enzyms S-vol.
In der Lösung liegt ein Überschuss an E vor (3 mol S, 5 mol E). Dies ist der Sättigungspunkt des Enzyms S-vol.
b) die reziproke Methode nach Lainciver-Burk, bei der die Abhängigkeit von Vfr von [S] in reziproken Größen berechnet wird.
Regulierung der Enzymaktivität.
Enzyme sind Katalysatoren mit kontrollierter Aktivität, daher kann Vfr durch Enzyme kontrolliert werden. Die Regulierung der Aktivität kann durch die Wechselwirkung von Enzymen mit verschiedenen biologischen Komponenten oder Fremdverbindungen (Medikamente, Gifte), sogenannten Modifikatoren, erfolgen. Wenn Vfr in Gegenwart eines Modifikators zunimmt, werden solche Modifikatoren als Aktivatoren bezeichnet, und wenn sie abnimmt, werden sie als Inhibitoren bezeichnet.
Aktivierung von Enzymen.
Es gibt verschiedene Arten der Enzymaktivierung.
1. Aktivierung durch Beeinflussung der Untereinheiten von Enzymmolekülen. Einige Enzyme haben eine SN in Form von 2 Untereinheiten: katalytisch und regulatorisch. Beim Speichern einer Notfallsituation wird das ACF ausgeblendet.
Beispielsweise werden viele Enzyme im Körper als Proenzyme oder Zymogene, also in einem inaktiven Zustand, produziert. Bei Bedarf wird eine bestimmte Anzahl davon aktiviert. Beispielsweise wird inaktives Trypsinogen durch das Enzym Enterokinase in aktives Trypsin umgewandelt.
2. Ionen beeinflussen die Aktivierung von Enzymen:
a) Kationen – ihre Wirkung ist spezifischer als die von Anionen. Kationen selbst können als prosthetische Gruppen in Enzymen fungieren (Fe im Cytochrom) oder durch ihre Anwesenheit das Enzym beeinflussen und es aktivieren. Beispielsweise wird Carboanhydrase in Gegenwart von Zn+2 aktiviert.
b) Anionen – wirken weniger spezifisch und beeinflussen normalerweise die 2. Stufe des d.f. – Zerfall des ES-Komplexes. Manchmal sind Anionen jedoch direkte Aktivatoren von Enzymen. Beispielsweise aktiviert Cl– inaktives Pepsinogen und wandelt es in aktives Pepsin um.
3. Aktivierung durch Schutz der Enzyme vor dem inaktivierenden Einfluss verschiedener Einflüsse. Ausgestattet mit spezifischen Substanzen, die negative Auswirkungen auf Enzyme verhindern.
Enzymhemmung.
Substanzen, die eine teilweise oder vollständige Hemmung von Enzymen bewirken, werden als Inhibitoren (I) bezeichnet. Inhibitoren haben die Eigenschaft, sich fest an das Enzym zu binden. Auf dieser Grundlage werden Hemmungen unterschieden: reversibel und irreversibel.
Bei der reversiblen Hemmung interagieren I und E. Wenn der Inhibitor auf irgendeine Weise neutralisiert wird (z. B. durch Dialyse), wird die Aktivität von E wiederhergestellt. Gelingt dies nicht, spricht man von einer irreversiblen Hemmung.
Reversible Hemmung
konkurrenzfähig, nicht konkurrenzfähig
Eine Konkurrenzhemmung kann durch Substanzen verursacht werden, deren Struktur der von echtem S ähnelt.
I und S konkurrieren um ACP und der Komplex mit dem Enzym bildet die Verbindung mit den meisten Molekülen. Entweder I oder S bindet an das Enzym; für eine solche Hemmung gilt die Gleichung: .
Bei der kompetitiven Hemmung wird NIEMALS ein ternärer E S I -Komplex gebildet, wodurch sich diese Art der Hemmung von anderen unterscheidet.
In landwirtschaftlichen Betrieben ist beispielsweise DG-Succinat enthalten. CTK-Systeme. Sein natürliches S ist Succinat. Inhibitoren können Oxalacetat, Malonat (Quasi-Substrate) sein.
Im Überschuss bindet der Inhibitor in polarisierten Gruppen an ACP-Succinat DG.
Bei Wettkampfhemmung ändert sich Vmax nie, Km jedoch schon. Die Steigung der Kurven nimmt bei Vorhandensein von I zu, wodurch Km zunimmt
Basierend auf den Ergebnissen des Experiments unter Verwendung der Michaelis-Menten-Kurve ist es möglich, den Wettbewerbscharakter von I festzustellen (durch Erhöhung von Km und Stabilität von Vmax). Die Art dieser Kurve zeigt auch, dass der Prozess reversibel ist, d. h. durch Erhöhen von [S] kann die Zeit bis zum Erreichen von Vmax verkürzt werden.
Die Methode der kompetitiven Hemmung hat in der medizinischen Praxis breite Anwendung gefunden.
Para-Aminobenzoesäure und Sulfonamid haben eine ähnliche Struktur. Die Bakterienzelle nutzt p-ABA zur Synthese von Folsäure, einem Bestandteil bakterieller Enzyme. S/a blockiert die Wirkung von Enzymen, die Folsäure synthetisieren, wodurch das Bakterienwachstum gestoppt wird.
Nichtkompetitive Hemmung ist eine reversible Hemmung, wenn I nicht mit ACP, sondern mit anderen funktionellen Gruppen von Enzymen interagiert, d. h. in diesem Fall weist I keine strukturelle Ähnlichkeit mit S auf. Die Zugabe eines solchen Inhibitors verringert die Aktivität des Enzyms. und nicht seine Affinität zu S, das heißt, der Inhibitor verändert Km nicht, sondern reduziert max. Vfr.
Bei dieser Art der Hemmung entstehen inaktive Komplexe mit geringer Dissoziation E I oder E I S. Beispielsweise durch die Wirkung von HCN, anderen chemischen Verbindungen, die Me-Ionen oder andere funktionelle Gruppen im Enzymmolekül binden.
Gemischte Hemmung (oder teilweise nicht-kompetitiver Typ) – eine Verringerung von Vmax geht mit einer Erhöhung von Km einher.
In diesem Fall entsteht ein E I S-Komplex, und das darin enthaltene S erfährt eine langsame katalytische Umwandlung.
Bei der Substrathemmung handelt es sich um eine Verringerung der Vfr mit einem signifikanten Anstieg von [S]. Mit einem Anstieg von [S] steigt Vfr zunächst an und erreicht sein Maximum, aber mit einem weiteren Anstieg von [S] beginnt Vfr zu fallen.
Der Mechanismus der hemmenden Wirkung von überschüssigem S ist vielfältig. Am häufigsten handelt es sich dabei um die Wechselwirkung von Zwischenverbindungen E S mit einem oder mehreren S-Molekülen, was dann zur Bildung einer inaktiven Verbindung führt
Es gibt einen Komplex, der keine Reaktionsprodukte produziert.
Methoden zur Regulierung der Enzymaktivität
In einem lebenden Organismus finden gleichzeitig Synthese-, Zersetzungs- und Umwandlungsreaktionen Tausender verschiedener Substanzen statt. All diese vielen Reaktionen werden im Körper durch verschiedene Mechanismen reguliert, von denen die wichtigsten sind:
a) Regelung vom Typ Feedback; normalerweise charakteristisch für Synthesereaktionen. Die Anreicherung von Reaktionsprodukten über das zulässige Maß hinaus hat eine starke Hemmwirkung auf die erste Stufe des Prozesses:
b) allosterische Regulierung der Enzymaktivität – charakteristisch nur für eine spezielle Gruppe von Enzymen mit SN, die über Regulierungszentren für die Bindung allosterischer Effektoren verfügen. Negative Effektoren hemmen die Umwandlung von S und wirken als allosterische Inhibitoren. Positive Effektoren hingegen beschleunigen Vfr und werden daher als allosterische Aktivatoren klassifiziert.
Der Wirkungsmechanismus allosterischer Inhibitoren auf ein Enzym besteht darin, das ACP dieses Enzyms zu verändern. Eine Abnahme von Vfr ist entweder eine Folge eines Anstiegs von Km oder eine Folge einer Abnahme von Vmax bei gleichen Sättigungskonzentrationen von S. Allosterische Aktivatoren hingegen erleichtern die Umwandlung von S in ACP, die damit einhergeht entweder eine Verringerung der km oder eine Erhöhung der Vmax.
Unter Kompartimentierung versteht man ein Phänomen, bei dem Membranen zur räumlichen Trennung genutzt werden
a) ein Enzym aus seinem S (zum Beispiel lysomale Enzyme aus den Substanzen, auf die sie im Zytoplasma einwirken);
b) Prozesse, die gleichzeitig miteinander inkompatibel sind. Die Synthese von Fettsäuren erfolgt im löslichen Teil des Zytoplasmas und der Abbau von Fettsäuren erfolgt in den Mitochondrien.
Kinetik enzymatischer Reaktionen. Dieser Zweig der Enzymologie untersucht den Einfluss chemischer und physikalischer Faktoren auf die Geschwindigkeit enzymatischer Reaktionen. Im Jahr 1913 entwickelten Michaelis und Menten die Theorie der enzymatischen Kinetik, die auf der Tatsache basiert, dass das Enzym (E) mit dem Substrat (S) interagiert, um einen intermediären Enzym-Substrat-Komplex (ES) zu bilden, der weiter in das Enzym und das Enzym zerfällt Reaktionsprodukt nach der Gleichung:
Jede Phase der Wechselwirkung zwischen Substrat und Enzym ist durch ihre eigenen Geschwindigkeitskonstanten gekennzeichnet. Das Verhältnis der Summe der Geschwindigkeitskonstanten für den Abbau des Enzym-Substrat-Komplexes zur Geschwindigkeitskonstante für die Bildung des Enzym-Substrat-Komplexes wird Michaelis-Konstante (Km) genannt. Sie bestimmen die Affinität des Enzyms zum Substrat. Je niedriger die Michaelis-Konstante ist, desto höher ist die Affinität des Enzyms zum Substrat und desto höher ist die Geschwindigkeit der von ihm katalysierten Reaktion. Basierend auf dem Km-Wert können katalytische Reaktionen in schnelle (Km 106 mol/l oder weniger) und langsame (Km 102 bis 106) unterteilt werden.
Die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion hängt von der Temperatur, dem Reaktionsmedium, der Konzentration der Reaktanten, der Enzymmenge und anderen Faktoren ab.
1. Betrachten wir die Abhängigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit von der Enzymmenge. Bei einem Substratüberschuss ist die Reaktionsgeschwindigkeit proportional zur Enzymmenge, bei einem Enzymüberschuss verringert sich jedoch der Anstieg der Reaktionsgeschwindigkeit, da nicht mehr genügend Substrat vorhanden ist.
2. Die Geschwindigkeit chemischer Reaktionen ist proportional zur Konzentration der reagierenden Stoffe (Massenwirkungsgesetz). Dieses Gesetz gilt auch für enzymatische Reaktionen, jedoch mit gewissen Einschränkungen. Konstant
In großen Mengen des Enzyms ist die Reaktionsgeschwindigkeit zwar proportional zur Konzentration des Substrats, jedoch nur im Bereich niedriger Konzentrationen. Bei hohen Substratkonzentrationen kommt es zu einer Sättigung des Enzyms mit dem Substrat, d. h. es kommt ein Moment, in dem alle Enzymmoleküle bereits am katalytischen Prozess beteiligt sind und es zu keiner Erhöhung der Reaktionsgeschwindigkeit kommt. Die Reaktionsgeschwindigkeit erreicht das Maximum (Vmax) und ist dann nicht mehr von der Substratkonzentration abhängig. Die Abhängigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit von der Substratkonzentration sollte in dem Teil der Kurve ermittelt werden, der unterhalb von Vmax liegt. Technisch ist es einfacher, nicht die Höchstgeschwindigkeit, sondern ½ Vmax zu ermitteln. Dieser Parameter ist das Hauptmerkmal der enzymatischen Reaktion und ermöglicht die Bestimmung der Michaelis-Konstante (Km).
Km (Michaelis-Konstante) ist die Konzentration des Substrats, bei der die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion halb so hoch ist. Daraus leiten wir die Michaelis-Menten-Gleichung für die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion ab.
